实验原理

做小鼠结肠病理，最怕的其实不只是“切片不好看”，而是病变刚好没取到。结肠本身很长，不同位置的炎症、隐窝损伤和黏膜脱落往往并不一致，单独剪取一小段去做HE，很容易只看到局部，甚至错过真正有变化的区域。瑞士卷制片的价值就在这里：把整段结肠卷成一圈一圈的结构，再进行石蜡包埋和切片，可以在同一张玻片上同时看到多个肠段，观察范围更完整，也更适合比较疾病模型中病变的分布和严重程度。

这项技术听起来不复杂，真正容易翻车的地方，往往出现在冲洗和取材。结肠离开体内后会很快收缩，肠腔随之变窄，里面的粪便和黏液就更难冲出来。如果这时直接用注射器大力推液，肠壁很容易被撑开，严重时会撕裂，表面的黏膜也可能被冲坏。等到后面做HE时，出现的黏膜缺损、组织断裂，可能并不是真正的病理改变，而是操作造成的损伤。

结肠瑞士卷的免疫组织化学染色代表性图像（图片来源：https://doi.org/10.1016/j.mex.2022.101630）

2. 实验前根据具体研究来定是否禁食。可以在取材前禁食12至16小时以减少粪便残留，不禁水。取材前把PBS或Krebs液、4%多聚甲醛、1 mL移液器、枪头、眼科 镊、剪刀、滤纸和包埋盒提前摆好。肠道取材对时间要求很高，提前做准备可以避免组织收缩和自溶。

3. 打开腹腔后，先找到回盲部，再顺着肠管向远端辨认结肠。剪断时尽量避开明显血管，保留少量系膜缘。随后用1 mL移液器吸取PBS或Krebs液，把枪头顺着肠管方向轻轻送入断端。推液时枪头和肠管尽量保持平行，只让肠管轻微充盈，不要鼓成一条发亮的“水管”。一旦肠壁明显膨胀，说明压力已经偏大，需要立即放慢速度。

4. 通常分两到三次冲洗更稳妥。第一次先带走大块内容物，第二次清理残留，最后一次观察流出液是否基本清亮。整个过程不要追求一次冲净。移液器的优势就在于推液量比较好控制，枪头前端也更细，进入肠腔相对容易。注射器在手感上更直接，但瞬时压力很难把握，尤其是肠管已经收缩时，一推就可能造成局部损伤。

5. 如果之前用注射器冲洗时经常出现“冲不出来、越冲越胀、最后还破了”的情况，问题通常出在两个环节：一是肠管已经完全游离并发生痉挛，二是推液速度太快。保留少量系膜缘、缩短操作时间，再配合小容量移液器，通常会明显改善。

6. 冲洗干净后，再从近端向肛门方向逐步剥离系膜。远端结肠较细，稍微用力就可能把肠壁扯开。系膜需要清理到不影响卷曲，但也不用追求“刮得一丝不剩”。过度修剪同样会增加组织损伤。

7. 接下来是固定和卷曲。很多人会纠结到底该先固定还是先卷。实际操作中，两种方式都有人使用，关键看组织状态。完全固定24小时后，组织结构更稳定，但肠管也可能变硬，卷的时候容易开裂。比较好操作的办法，是先让结肠短时间接触4%多聚甲醛，使组织稍微定形，随后取出完成卷曲，再继续固定。

8. 卷瑞士卷时，把结肠平铺在湿润滤纸上，从一端向内慢慢卷。卷芯要紧凑，但不要用力挤压。太松会导致各圈之间间隔过大，切片后组织分散；太紧则会压迫黏膜，形成变形和重叠。卷好后可以用细线轻轻固定，也可以直接放进包埋盒，只要在后续处理过程中不散开即可。这个方法不需要把肠管纵向剖开，从侧面切片后，同样能看到多圈连续肠壁。

9. 石蜡切片厚度一般控制在4至5μm。HE染色后，重点观察隐窝有没有变短、排列是否整齐、杯状细胞是否减少、上皮是否连续、黏膜下层有没有水肿、肌层是否增厚，以及是否存在溃疡、出血和纤维化，这些都需要结合起来判断。瑞士卷最大的优势，是能看到病变在不同肠段的分布。拍图时如果只挑最严重的一处，容易把整体病变夸大；只挑保存最好的一处，又可能低估模型效果。因此，正式分析前最好提前规定取景位置和评分方法。