皮下成瘤模型算是肿瘤研究里最常见的一类，入门简单，但真正要把数据整理到“可以投稿”的水准，很多人都会卡壳：曲线画出来了，终点肿瘤也称了，HE也染了几张，结果一到写文章，图版拼不顺，机制说不完整，整体显得又散又虚。

        问题往往出在一开始，没有按“未来的图版结构”设计实验和取材。下面以皮下成瘤为例，从建模开始，把一整套能直接复用的实操流程分享给大家。

 

从建模开始，就按“图1”的思路采数据

 

        皮下成瘤的第一层任务，是把体内主效应站稳，这就是文章里的“图1”。

具体可以这样做：

1. 接种后从肿瘤刚刚可触及时开始量体积，每2–3天一次，长度和宽度都记录，用公式V=L×W²/2。
2. 提前把终点时间规划好：常见是14–21天，更多看生长速度。体积控制在800–1200mm³区间，避免大面积坏死。
3. 提前设定两个时间点：

        一个是“早期时间点”，例如第7–10天，用来看机制启动阶段；

        一个是“终点时间点”，用来看最终效应。

        这样最后至少会拿到三类体内数据：

        完整的生长曲线、终点肿瘤重量、早期和终点两个节点的组织。到这里，图1就有了基础：生长曲线+终点重量+瘤体代表照片，再加一条体重曲线做安全性背景。

 

肿瘤的取材保存至关重要

 

        很多课题组最大的问题，是取材时习惯“一刀下去整块丢福尔马林”，后面要WB、qPCR、ELISA才发现组织不够用，或者只能从别的动物补，数据一致性就开始打折扣。

更稳妥的做法是：

        每只肿瘤，都当成一块要被拆分利用的综合资源，而不是一块“病理标本”。

实际操作可以这样安排：

1. 取出肿瘤，迅速清理表面多余结缔组织，铺平放好。
2. 沿着最长轴把肿瘤切成左右两半：

第一半直接放到4%多聚甲醛，后面做HE、Ki67、TUNEL、CD31这类病理和免疫组化；第二半再分成几小块，用铝箔包好，快速丢到液氮罐里冻住，之后分别用于WB、qPCR、ELISA或其他检测。

3. 标记一定要清楚：动物编号、组别、用途写在同一张记录表里，对应冻存管编号。

这样一只瘤就能支持整整三层证据：组织结构、蛋白水平、mRNA或细胞因子。

 

体内主效应怎么做成“站得住脚的图1”

 

        图1的目标很简单：让任何人第一眼就看懂，你的处理对肿瘤生长有没有实打实的影响。

通常包括以下内容：

1. 肿瘤体积随时间的增长曲线：每组至少5–8只动物，曲线干净、误差棒合理，统计可以用两因素方差分析或重复测量，哪怕期刊不要求复杂统计，趋势也会更稳。
2. 终点肿瘤重量：和体积结果方向一致，能增强可信度。
3. 肿瘤代表照片：每组选2–3只典型动物，瘤体放在相同背景、相同距离拍照，方便横向对比。
4. 体重曲线：如果是药物或基因干预，展示一下体重变化，有利于安全性讨论。

        做到这个程度，体内主效应基本合格。真正拉开差距的是后面几层数据能不能有机接上这一层。

        （doi: 10.3390/molecules27134049，Figure 6 ）

        病理和免疫组化：组织层要讲清瘤体差异

 

        瘤体变大或变小只是现象，对应的原因必须在组织层解释清楚。

        常见的组合设计如下：

        HE：看整体结构、细胞密度、坏死区。

        Ki67：反映增殖状态，阳性细胞比例和肿瘤生长速度往往对应。

        TUNEL或cleaved-caspase-3：反映凋亡。

        CD31：看血管密度，为“供血不足导致生长受限”这类解释提供依据。

        如果做免疫相关：

        可以用CD8、F4/80、CD206等标记来说明免疫浸润情况。

        关键点在于染出来的结果能不能和体积变化对得上。
        例如：肿瘤长得慢的那组，Ki67减少、TUNEL增多、CD31下降，这三者一起出现，比单独一张HE图有说服力得多。

        定量时最好用ImageJ之类的软件做阳性面积或阳性细胞计数，最后以柱状图形式呈现，和体内体积、重量放在一前一后。

        （doi: 10.3390/molecules27134049，Figure 6）

        机制层：从组织结果往回倒推要测什么

 

        到了机制层，很多文章会开始“迷路”，测了一堆蛋白，张张略有差异，但没有一条足够清晰的通路。

        更有效的思路是先看组织层告诉了你什么，再根据这些变化选通路。

        如在组织层已经观察到到增殖下降、凋亡上升：

        那机制上可以重点围绕AKT/ERK通路、细胞周期蛋白、Bcl-2家族、caspase通路展开。

        如果文章走铁死亡方向：

        可以把GPX4、SLC7A11、ACSL4、FTH1等放进WB；

        再配合MDA、GSH、铁含量测定，组织层的脂质过氧化染色。

        做代谢类课题时：

        通常会选HK2、LDHA、PKM2、CPT1A、PGC1α等关键酶或代谢通路节点。

        机制层的目标很明确：

        把体内、组织层的变化压缩成一条两三步的分子通路。每条通路选3–5个真正关键的蛋白或mRNA即可。

 

        （DOI:10.1186/s13046-024-03039-2，Figure 4，5，6）

 

        体外验证：只做关键几刀，把因果补全

 

        体内机制的“相关性”通常可以这样安排：

1. 选1–2条代表性细胞系，和成瘤用的细胞保持一致；
2. 重复你在动物身上做的干预方式，例如过表达、敲低、药物处理；
3. 做增殖（CCK-8、EdU）、凋亡（AnnexinV-FITC/PI、caspase活性）、迁移侵袭（划痕、Transwell）等基础功能实验；
4. 同时在细胞水平检测和体内一致的通路蛋白；
5. 加上一到两个rescue实验：比如过表达GPX4消掉铁死亡效应；抑制AKT消掉增殖优势。

        只要体外结果和体内机制方向一致，并且有rescue，把“某通路确实决定这个表型”这件事说明白，文章的逻辑链基本就闭合了。

        （DOI:10.1186/s13046-024-03039-2，Figure 7）

 

        图版怎么排，才能一眼看出结构完整

 

        很多人做完所有实验才开始想图版怎么拼，结果要么挤在一起，要么顺序混乱。更省事的方式，是直接用一套固定模板，后面做任何皮下成瘤课题，都往里面填内容即可。

        整体可以按这样的顺序来：

        图1做体内主效应：成瘤曲线、终点重量、代表照片、体重变化，交代清楚“有没有抑瘤”。

        图2做组织层：HE、Ki67、TUNEL、CD31和可能的免疫浸润标记，说明瘤体变化来源。

        图3做体内机制：肿瘤组织的WB、qPCR、ELISA，把通路趋势画出来，接上组织层。

        图4做体外功能验证：细胞实验的增殖/凋亡/迁移结果，对应同一条通路。

        如果课题复杂，再加一张图5放rescue或更深入的机制扩展。

        只要按照这个框架搭，一般审稿人翻到图3基本就能明白你想说什么，读起来也不会觉得散。

 

        可复用的皮下成瘤科研配图整理SOP

 

1. 从建模那天起，就按“图1的需求”去安排测量和终点；
2. 取材时，把每一只瘤拆成“病理+WB+qPCR+ELISA”几块；先用HE、Ki67、TUNEL、CD31把体内差异拆解清楚；
3. 再根据这些变化选一条最能解释现象的通路，在组织层用WB、qPCR检测；
4. 最后在细胞里做同样的通路和功能验证，加上必要的rescue；
5. 图版顺序就按“体内生长→组织结构→体内机制→体外验证→机制加深”往下排。

        这套逻辑换一套细胞系、换一种药物、换一个通路依然成立。只要文章还在用皮下成瘤模型，那么这个SOP就能一直复用。

        如果后面你想把某个具体方向（比如铁死亡、免疫微环境、代谢重编程）放进这套框架，也可以在机制部分做一次针对性替换，文章结构也不用推倒重来。